Деннис Тейлор – Биология. В 3-х томах. Т. 2 (страница 71)
Опыт 15.1. Изучение влияния икдолилуксусной кислоты (ИУК) на рост колеоптилей овса
Цель эксперимента — исследовать влияние разных концентраций ИУК на рост колеоптилей овса. Белый свет влияет на рост растений, поэтому резать и переносить колеоптили во время опыта нужно при красном свете или при возможно более слабом освещении. В опыте используют раствор сахарозы, так как для роста нужна энергия, а сахароза служит ее источником. Верхушку (3 мм) колеоптиля удаляют, чтобы природные ауксины, которые в нем образуются, не влияли на рост.
Проросшие семена овса с колеоптилиями не менее 1,5 см длиной [замочите 100 зерен овса в воде и оставьте их на ночь; замоченные семена положите на мокрую фильтровальную бумагу в чашке Петри, накройте чашку алюминиевой фольгой и поместите в темное место (семена проращивают пять дней в термостате при 20°С); для того чтобы получить 60 колеоптилей, нужных для каждого опыта, следует замачивать по меньшей мере 100 зерен, так как часть их может не прорасти]
6 пробирок вместе со штативом
6 чашек Петри с крышками
5 градуированных пипеток на 5 мл
Мерный цилиндр на 25 мл или градуированная пипетка на 10 мл
Резак для колеоптилей (рис. 15.10)
Кисточка
Исходный раствор ИУК (1 г/л). (ИУК с трудом растворяется в воде, поэтому ее сначала растворяют в этаноле: растворите 1 г ИУК в 2 мл этанола и разбавьте раствор дистиллированной водой до 900 мл; нагрейте раствор до 80°С и подержите его 5 мин при этой температуре; доведите раствор дистиллированной водой до 1 л. Количество раствора готовится в соответствии с тем, сколько его нужно для опыта)
2%-ный раствор сахарозы
Дистиллированная вода
1. Возьмите 6 пробирок и 6 чашек Петри и подпишите их буквами от А до Е.
2. В каждую пробирку внесите 18 мл 2%-ного раствора сахарозы.
3. С помощью чистой пипетки на 5 мл добавьте 2 мл исходного раствора ИУК в пробирку А и тщательно перемешайте оба раствора.
4. Взяв новую пипетку, перенесите 2 мл раствора из пробирки А в пробирку Б и тщательно перемешайте содержимое пробирки Б.
5. Используя каждый раз новую пипетку, перенесите 2 мл из пробирки Б в пробирку В, перемешайте; затем — 2 мл из пробирки В в пробирку Г, перемешайте; затем-2 мл из пробирки Г в пробирку Д.
6. В пробирку Е добавьте 2 мл дистиллированной воды.
7. Перенесите растворы из пробирок А-Е в чашки Петри А-Е.
8. Возьмите 60 проростков овса и отрежьте по 10 мм колеоптилей, отступив от верхушки на 2 мм. Возьмите резак с двумя лезвиями, установленными точно на расстоянии 10 мм друг от друга; для установки используйте шайбы или другие прокладки; резак должен быть скреплен винтом и двумя гайками (см. рис. 15.10). Если выровнять кончики колеоптилей, можно сразу отрезать по нескольку препаратов.
9. Возьмите кисточку и перенесите по 10 отрезков колеоптиля в каждую из чашек Петри, стараясь избежать перекрестного загрязнения растворов (чем больше колеоптилей мы возьмем, тем статистически достовернее будут результаты).
10. Накройте чашки крышками и оставьте их в темноте при 25°С на три дня.
11. Как можно точнее измерьте длину колеоптилей.
12. Отбросив максимальную и минимальную величины, определите среднюю длину колеоптиля для каждой чашки.
13. Постройте график зависимости средней длины колеоптиля (по вертикальной оси) от концентрации УИК в пробе, выразив ее в частях на миллион (по горизонтальной оси).
14. Прокомментируйте полученные результаты и сравните их с кривыми на рис. 15.11. Точность результатов можно повысить, если объединить данные всей группы учащихся.
Рис. 15.10. Как порезать колеоптили на кусочки длиной по 10 мм
Рис. 15.11. Влияние концентрации ауксина на рост корней и побегов. Обратите внимание на то, что ауксин в концентрациях, стимулирующих рост побегов, подавляет рост корней
15.2.2. Ауксины и геотропизм
Как известно, корни растут вниз, т. е. у них положительный геотропизм, а побеги, наоборот, растут вверх, т. е. им свойствен отрицательный геотропизм. То, что раздражителем в этом случае служит сила тяжести, можно показать с помощью прибора, называемого клиностатом (рис. 15.12). При вращении камеры сила тяжести одинаково и поочередно воздействует на все части проростка. Чтобы снять одностороннее действие силы тяжести и заставить побеги и корни расти горизонтально, вполне достаточно четырех оборотов камеры в час. Неподвижные контрольные проростки дают нормальный ответ на силу тяжести, т.е. побег у них растет вверх, а корень — вниз. Очень важно обеспечить равномерное освещение (или же проводить опыт в полной темноте), чтобы не вызвать направленной реакции на свет.
Рис. 15.12. Клиностат с проросшими конскими бобами после нескольких дней их роста при вращении
Роль ауксинов в геотропизме можно продемонстрировать, поставив опыт (рис. 15.13) с применением методики Вента. Если колеоптиль положить горизонтально, то ауксин будет выходить из его верхушки, но пойдет не вдоль него, а вниз. Увеличение концентрации ауксина на нижней поверхности интактного колеоптиля приведет к усиленной стимуляции растяжения клеток в этом месте, и в результате рост будет направлен вверх.
Рис. 15.13. Влияние силы тяжести на распределение ауксина в лежащей горизонтально верхушке колеоптиля
Декапитация корня тоже делает его нечувствительным к земному тяготению, но передвижение ауксинов в корне продемонстрировать не так легко, потому что их здесь очень мало, и результаты описанного выше биотеста будут не особенно убедительными. Тем не менее можно получить интересные результаты, проделав опыт, показанный на рис. 15.14.
Рис. 15.14. Влияние неравномерного распределения ауксина на рост декапитированных колеоптилей и корней
Наблюдения подобного рода привели к гипотезе, согласно которой диаметрально противоположная реакция корней и стеблей обусловлена разной чувствительностью к ауксину; эта гипотеза представлена на рис. 15.15. Несколько позже мы обсудим различные модификации этой гипотезы, учитывающие данные последних лет.
Рис. 15.15. гипотеза, объясняющая ростовые эффекты перераспределения ауксина в положенном горизонтально сеянце
Отдельные случаи отрицательного фототропизма корней тоже можно объяснить различной чувствительностью к ауксину (рис. 15.11); повышенное накопление ауксина на затененной стороне должно подавлять рост, и в результате этого клетки на освещенной стороне будут растягиваться быстрее, заставляя корень удаляться от света.
Таким образом, выявляется один из важных аспектов регуляции роста растений: важна не только природа действующего ростового вещества (качественный контроль), но и его концентрация (количественный контроль).
Механизм восприятия силы тяжести
Возникает вопрос: как же воспринимается сила тяжести? Еще Дарвин показал, что геотропическая реакция исчезает после удаления корневого чехлика, т.е. группы крупных паренхимных клеток, которые защищают кончик корня, растущий в почве. На срезе корневого чехлика видны большие крахмальные зерна, лежащие в амилопластах внутри клеток (рис. 15.16).
Еще в 1900 г. было высказано предположение о том, что эти клетки ведут себя как статоциты, т.е. как рецепторы, воспринимающие силу тяжести, а сами крахмальные зерна играют роль статолитов — структур, перемещающихся под действием этой силы. Согласно "гипотезе крахмальных статолитов", крахмальные зерна осаждаются на нижней стороне клетки (рис. 15.16). Это каким-то образом влияет на распределение ростовых веществ, которые, как мы знаем, иногда образуются в точке роста корня, иногда в корневом чехлике, а иногда и там и тут. Существует много данных в пользу этой гипотезы. Во всех органах, воспринимающих силу тяжести, есть и статоциты. Так, например, они находятся в Верхушка Агаровый блок колеоптиля, лежащая горизонтально обкладке проводящих пучков стебля. Растения, у которых тем или иным способом удалены зерна крахмала, теряют и чувствительность к силе тяжести, но она восстанавливается, если дать им возможность накопить крахмал.
Рис. 15.16. Электронная микрофотография среза корневого чехлика; видны амилопласты с крахмальными зернами, лежащие в нижних участках клеток
Современные представления о геотропизме
Как мы только что говорили, реакция на силу тяжести у колеоптилей, по-видимому, опосредована ауксинами, однако у большинства растений геотропическая реакция стебля наблюдается даже после удаления верхушки, и поэтому до сих пор не ясно, связана ли она с передвижением ауксинов. В корнях перераспределение ауксинов действительно происходит, но оно, по всей видимости, не столь уж велико, чтобы полностью объяснить наблюдаемые изменения скорости роста. Было показано, что какой-то ингибитор роста и в самом деле передается из корневого чехлика в зону растяжения, но это, быть может, и не ауксин. Несколько групп исследователей пытались найти ауксин в корневых чехликах проростков кукурузы — одного из самых обычных экспериментальных объектов. Однако вместо ауксина была найдена абсцизовая кислота, тоже хорошо известный ингибитор роста. Не исключено, что здесь действует еще один ингибитор-этилен. И наконец, было обнаружено, что концентрация гиббереллинов (стимуляторов роста) на быстро растущей стороне стеблей или корней при геотропической стимуляции намного превышает норму.